http://dx.doi.org/10.12925/jkocs.2014.31.4.642
유화액 시스템에서 옥테닐 호박산 베타글루칸의 계면 특성
길나영․김산성․이의석․신정아․이기택․홍순택✝
충남대학교 식품공학과
(2014년 11월 18일 접수; 2014년 12월 12일 수정; 2014년 12월 15일 채택)
Interfacial Properties of Octenyl Succinyl Barley β-Glucan in Emulsion System
Na-Young Gil․San-Seong Kim․Eui-Seok Lee․Jung-Ah Shin Ki-Teak Lee․Soon-Taek Hong✝
Dept. of Food Science and Technology, College of Agriculture and Life Science, Chungnam National University, Daejeon 305-764, Korea
(Received November 18, 2014; Revised December 12, 2014; Accepted December 15, 2014)
Abstract : The synthesis of octenyl succinyl β-gucan (OSA-β-glucan) was carried out and its interfacial properties at the oil-water interface and in emulsion systems were investigated. An aqueous ethanol system as a reaction media was used to facilitate the synthesis process; 10%
(w/w) ethanol found to be the best as it showed a maximum degree of substitution (DS: 0.0132).
FT-IR showed a characteristic absorption spectrum at 1736 cm-1, indicating the esterification of octenyl succinyl groups to β-glucan backbone. As for interfacial tension measurements, it was decreased with increasing concentration of OSA-β-glucan in the aqueous phase and when NaCl was added to aqueous OSA-β-glucan solution in the range of 0.01 M to 0.1 M and also when pH was raised (pH 3 ~ pH 9). In systems of emulsion stabilized with OSA-β-glucan, fat globule size found to decrease with increasing concentration of OSA-β-glucan, showing a critical value of about 0.32 μm at 0.5 wt%. When the OSA-β-glucan emulsions were stored, it was found that fat globule size was increased with storage time and particularly pronounced increase was observed in emulsion with 1% OSA-β-glucan, possibly due to depletion flocculation. Results of creaming stability evaluated by light scattering technique showed that it was more stable in emulsions containing smaller fat globule size. Surface load of OSA-β-glucan in emulsions increased with increasing concentration of OSA-β-glucan, suggesting a multilayer adsorption.
Keywards : octenyl succinyl, β-glucan, degree of substitution, interfacial tension
✝Corresponding author (E-mail: [email protected])
1. 서 론
보리는 밀, 쌀, 옥수수 다음으로 세계에서 4번 째로 많이 생산되는 작물로써 아직 식품 산업에 서는 충분히 활용되어지지 못하는 작물이다. 주로 맥주, 동물사료 제조 등에 이용되며[1], 주요 구 성성분으로 전분 64%, 단백질 11%, 회분 2% 등 으로 이루어져 있다[2]. 보리배유의 세포벽은 특 징적으로 β-glucan이 약 75% 함유되며 arabinoxylan 약 25%, 그리고 소량의 glucomannan, cellulose 등을 포함하고 있다[3].
β-glucan은 효모의 세포벽, 버섯류, 곡류 등에 존재하는 식이섬유로 포도당이 β-(1→3, 1→4) glucoside 결합을 한 다당류의 일종이다. β -glucan은 고분자 특성으로 인하여 수용액 상에 서 높은 점성을 나타내며[4], 혈당을 낮추고 혈중 콜레스테롤을 감소시키는 긍정적 생리작용을 나 타내는 것으로 알려져 있다[5, 6, 7]. 또한 인간 정상 세포의 면역기능을 활성화시켜 암세포의 증 식과 재발을 억제하고[8], 지질 대사 개선을 유도 하여 체지방 형성과 축적을 억제함으로써 항비만 효과를 나타내어[9] 기능성 식품제조 원료로 그 가능성이 보고되었다.
한편 β-glucan은 물에 잘 녹지 않는 단점을 가지고 있는데 이로 인하여 식품에 적용 시 많은 제약이 따르게 된다[10]. 이를 개선하기 위해 물 리적, 화학적 처리를 통해 원래 가지고 있던 성 질을 변화시켜 이용성을 개선할 필요성이 있으며, 그 중 화학적 변성으로 초산 혹은 옥테닐 호박산 등과 같은 화학적 치환기를 부가하는 방법이 있 다[11]. 옥테닐 호박산 전분은 친유성인 옥테닐기 와 친수성인 전분분자를 가지고 있는 양측성물질 로 수중 유적형 유화액을 안정하게 형성하는 것 으로 보고되었다[12]. 현재 옥테닐 호박산 전분은 향(flavor)의 캡슐화[13], 음료 유화액의 안정화 [14] 등 유화식품 분야에 광범위하게 사용 되고 있다.
이제까지 옥테닐 호박산을 이용한 치환반응은 옥수수전분[15, 16], 감자전분[17], 보리전분[18], 쌀전분[19, 20]등 대부분이 전분시료를 대상으로 그 적용범위가 제한되어왔다. 따라서 본 연구는 식품원료로 사용할 경우 이용성이 제한되었던 β -glucan을 유화제로 이용하기 위해 보리 β -glucan에 옥테닐 호박산을 에스테르화하여 옥테 닐 호박산 β-glucan을 제조하고, 유화액 시스템 에서의 계면특성을 조사하는데 목적이 있다.
2. 실 험
2.1. 실험재료
본 연구에서 사용된 보리에서 추출한 β -glucan은 ADEKA(E70-S, Tokyo, Japan) 상용 품(β-glucan: 79.7%)을 사용하였으며(Tabel 1) 옥테닐 호박산(이하 OSA), Bis-tris와 n-tetradecane은 Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, USA)에서 구입한 것을 사용하였다.
NaOH, HCl, isopropyl alcohol과 NaCl은 Daejung chemical and metals Co.
Ltd.(Gyeonggi, Korea)에서 구입한 것을 사용하 였다. 유화액의 유상인 카놀라유는 (주)오뚜기 (Pyeong Teak, Korea)제품을 사용하였고 sodium azide는 Sigma사(st.Louis, MO, USA)에서 구입 하여 사용하였으며 실험에 사용된 모든 시약은 일급 이상의 등급을 사용하였다.
Crude component %
Moisture 2.1
Proteins 2.3
Fats 1.6
Carbohydrates 92.7
Ash 1.3
Table 1. Chemical Composition of β-Glucan.
2.2. 에탄올 농도에 따른 OSA-β-glucan의 제조
OSA-β-glucan의 제조는 Bhosale &
Singhal(2006)의 방법을 참조하였다[21]. 반응액 에탄올 수용액 중 β-glucan의 농도는 예비실험 을 통해서 9%로 설정하였고, 이를 위하여 β -glucan 9 g(dry base)를 0, 10, 20, 30, 40%
에탄올 수용액에 분산하였다. 반응액의 온도를 35℃로 고정시킨 후, 0.5 N NaOH을 이용하여 pH를 8.0 ± 0.2로 조정하고 30분간 교반 하였 다. OSA는 무수에탄올에 5배 희석하여 β -glucan의 3%에 해당하는 양을 2시간동안 천천 히 적하하고 1시간 동안 추가 교반하였다(총 반 응시간: 3시간). 이후 0.5 N HCl을 이용하여 반 응액의 pH를 6.5로 조절하여 반응을 종결한 후 5000×g에서 20분간 원심분리(Supra22K, Hanil, Korea)하여 침전물을 얻었다. 이를 70% 에탄올 을 이용하여 2번, 증류수를 이용하여 1번 수세한
후 동결 건조(SFDSF06, Samwon Freezing Engineering. CO., Korea)하여 OSA-β-glucan 시료로 사용하였다.
2.3. 치환도 측정
치환도(degree of substitution: DS)는 포도당 단위 당 치환된 수산기의 평균수로 Xu 등(2012) 의 방법을 이용하여 측정하였다[22]. OSA-β -glucan 2 g(dry base)을 2.5 M HCl isopropyl alcohol solution 15 mL에 30분 동안 분산시킨 후 100 mL의 이소프로필 알코올 수용액(90%, v/v)을 넣고 10분간 교반하였다. Whatman No.
2 여과지를 이용하여 여과하고 시료에 염소가 남 아있지 않게 이소프로필 알코올 수용액(90%, v/v)을 이용해 수세하였다. 잔유물에 증류수 300 mL을 가하여 끓는 물에 20분간 방치한 후 페놀 프탈레인 지시약을 이용하여 0.1 M NaOH로 적 정하였다. 계산식은 다음과 같다.
× ×
× ×
(1)
A = 적정에 사용된 NaOH의 부피(mL) A0 = 대조군에 사용된 NaOH의 부피(mL) M = NaOH의 몰 농도
W = 시료 중량(dry base)
2.4. Fourier transform infrared(FT-IR) spctroscopy 측정
β-glucan과 OSA간의 에스테르결합을 확인하 기 위해 FT-IR(Alpha-P, Burker Optic GmbH, Germany)을 사용하였다[23]. 스펙트럼파장은 700에서 3800 cm-1사이의 범위에서 조사하였고 수분의 간섭을 피하기 위해 분석 전에 시료를 4 5℃에서 건조시킨 후 사용하였다.
2.5. 계면장력 측정
OSA-β-glucan의 계면에서의 특성을 알아보 기 위해 OSA-β-glucan 수용액의 농도변화 (1×10-5–2×10-1 wt%), pH 변화(pH 3.0–9.0), NaCl 첨가량 변화(0.01–0.10 M)에 따른 oil-water 계면에서 계면장력을 측정하였다. 계면 장력은 표면장력계(Sigma 700, Biolin Scientific Inc., Stokholm, Sweden)를 이용하여 Du Nouy ring 방법으로 측정하였다. OSA-β-glucan을 5 mM bis-tris buffer(pH 7.0)에 일정농도로 용해
시켜 시료액을 제조하여 수상으로 사용하고, 유상 으로 n-tetradecane을 사용하여 일정한 온도(2 5℃)에서 계면형성 30분 후 측정하였다. 또한 pH의 변화, NaCl에 따른 계면장력의 변화는 1×10-1 wt% OSA-β-glucan 수용액을 사용하 였다.
2.6. 유화액 제조 및 지방구 크기 측정
OSA-β-glucan 유화액 제조는 Yun &
Hong(2007)의 방법을 참조하였다[24]. OSA-β -glucan을 증류수에 분산시키고 70℃ water bath에 1시간 동안 용해시킨 후 유상(카놀라유) 과 9:1의 비율(w/w)로 혼합하였다. 이 혼합액을 silverson mixer(L4RT, Silverson Machines Ltd., Chesham, UK)를 이용하여 8000 rpm에서 15분 간 예비유화하고, 최종 유화액은 고압균질기 (M-110Y, Microfludics, MA, USA)를 이용하여 3,000 psi에서 2회, 500 psi에서 1회 통과시켜 제 조하였다.
유화액의 지방구 크기는 입도분석기
(Mastersizer S, Malvern Instrument, Worcestershire, UK)를 이용하여 측정하였으며, 결과는 volume-surface mean diameter(d32) 및 weighted mean diameter(d43)로 다음과 같이 표 시하였다.
입자의 갯수 직경
(2)
입자의 갯수 직경
(3)
2.7. 크리밍 안정도 변화 측정
OSA-β-glucan 농도에 따른 유화액 크리밍 안정도는 light scattering 법을 이용하여 측정하 였다[25]. 유화액 25mL를 크리밍 측정장치 (Turbiscan Lab., Formulaction, I'Union, France) 에 넣어 25℃에서 20시간 동안 측정하여 얻은 후방산란강도변화[Δbackscattering(ΔBS%)]를 시 료병의 높이에 대한 크리밍 프로화일 형태로 나 타내었다.
2.8. OSA-β-glucan 흡착량 측정
유화액 중 OSA-β-glucan 농도변화에 따른 표면흡착량은 Dunlap & Côté(2005)의 방법을 변형하여 측정하였다[26]. 유화액을 원심분리 (15000×g, 30 min)하여 수상과 유상으로 분리한
후 수상 중의 OSA-β-glucan함량을 megazyme kit(K-BGLU, Megazyme international Ireland Ltd., Ireland)를 이용하여 측정하였다[27].
지방구 표면의 단위면적당 흡착된 OSA-β -glucan load(mg m-2)는 다음과 같이 계산하였 다.
Surface load of OSA-β-glucan(mg/m2) ×
×
(4)
Cadsorbed: 지방구에 흡착된 OSA-β-glucan 농도,
φ: 분산질의 부피비율
지방구 표면에 흡착된 OSA-β-glucan의 농도
(Cadsorbed)는 다음과 같이 계산하였다.
Cadsorbed = Cref-Csub (5)
Cref: emulsion에 포함된 OSA-β-glucan의 농도 Csub: 원심분리 후 수상에 있는 OSA-β-glucan
의 농도
2.9. 통계적 처리
모든 실험은 2회 반복 측정하였고, 각 실험구 간의 유의성(p<0.05) 검증을 위해 SAS (statistical analysis system program, SAS Institute., Cary, NC, USA) 통계 프로그램을 이 용하여 분산분석(analysis of variance, ANOVA) 후 Duncan's multiple range test로 다중비교를 실시하였다.
3. 결과 및 고찰
3.1. OSA-β-glucan의 치환도 측정
예비실험을 통하여 β-glucan에 OSA를 부가 하는 에스테르화 반응은 β-glucan 수용액보다 β-glucan 에탄올 수용액에서 더 잘 진행됨을 관 찰하였다. 따라서 반응에 적절한 에탄올 농도를 결정하기 위한 실험을 진행하였다. β-glucan과 OSA의 에스테르화 반응으로 인한 OSA-β -glucan의 구조는 Fig. 1에 나타내었고, 에탄올 농도에 따른 OSA-β-glucan의 치환도의 변화를 측정한 결과는 Fig. 2에 나타내었다. Fig. 2에 의 하면 10% 에탄올 수용액에서 합성한 OSA-β -glucan의 치환도가 가장 높게 나타났으며(DS 0.0132±0.0004), 에탄올 농도가 증가할수록 치 환도가 점차 낮아졌다. 이 결과는 β-glucan은 부분적 수용성 식이섬유로 증류수에 용해할 경우 점도가 증가하여[28] OSA와 균일한 반응이 어려
워 치환도가 낮아지는 반면에, 적정한 농도의 에 탄올 수용상에서는 β-glucan의 점도 상승이 억 제되어 OSA와 반응이 원활하게 이루어지고, 그 결과 치환도가 증가한 것으로 추정하였다. 하지만 에탄올농도가 높을 경우 β-glucan이 침전되는 경향이 증가하며[29], 또한 OSA가 β-glucan과 반응하기 보다는 에탄올에 용해되려는 성질로 인 해 치환도가 오히려 감소한 것으로 사료된다. F.
Meng 등(2014)의 OSA와 konjac glucomannan 을 합성한 연구에서도 konjac glucomannan 수용 액의 높은 점도로 인하여 반응액인 에탄올 수용 액 농도를 30%로 하였음을 보고하였다[30].
Fig. 1. Structure of OSA-β-glucan.
Ethanol concentration(wt%)
0% 10% 20% 30% 40%
Degree of Substitution
0.004 0.006 0.008 0.010 0.012 0.014
Fig. 2. Effect of ethanol concentration on degree of substitution(β-glucan concentration: 9%, reaction temperature: 35℃, reaction time:
3hour).
3.2. FT-IR spctroscopy 측정
β-glucan과 OSA-β-glucan의 화학적 구조의 차이를 확인하기 위해 FT-IR을 측정해 본 결과 는 Fig. 3에 나타내었다. 기존의 β-glucan과 달 리 OSA-β-glucan의 1736 cm-1흡광도에서 새 로운 피크를 형성하였는데 그 피크는 에스테르기 의 C=O의 수축진동을 나타낸다[31, 32]. 따라서
Fig. 3. FT-IR spectrum of native and OSA- β-glucan(A: β-glucan, B: OSA-β -glucan).
Fig. 3로부터 β-glucan분자와 OSA가 에스테르 결합되었음을 확인할 수 있다.
3.3. OSA-β-glucan 수용액의 계면장력 측정 농도변화에 따른 OSA-β-glucan 수용액의 계면장력 측정 결과는 Fig. 4에 나타내었다.
Concentration(wt%)
10-5 10-4 5x10-410-3 10-2 10-12x10-1
Interfacial tension(mN/m)
20 25 30 35 40 45 50
Fig. 4. Effect of OSA-β-glucan concentrations on the interfacial tension between n-tetradecane and aqueous phase containing OSA-β-glucan(1×10-5– 2×10-1 wt% OSA-β-glucan, 5 mM bis-tris, pH 7.0, 25℃)
OSA-β-glucan 농도 1×10-5wt%에서 계면 장력은 39.0 mN/m으로 높게 나타났고, 농도가 증가할수록 계면장력은 다소 감소하는 경향을 보였으나, 농도 1×10-1~2×10-1wt%에서 32.7~33.4 mN/m으로 더 이상 감소하지 않았 다. 이는 OSA-β-glucan의 비극성부분(OSA 부
분)이 기름쪽으로 orientation되고, 극성부분인 β-glucan부분이 물분자쪽으로 orientation되면 서 기름과 물분자 사이에 OSA-β-glucan 계면 막 형성으로 인한 결과로 사료되며, 유화제의 농 도가 증가하면서 계면이 유화제로 포화되면 그 이상의 잉여 유화제는 계면장력에 영향을 주지 못하게 된다[33]. 한편, 농도의 증가에 따른 계 면장력의 감소폭[39.0 mN/m(1×10-5wt%)→
32.7 mN/m(2×10-1wt%)]은 약 6 mN/m로 β -casein의 경우 [26 mN/m(1×10-4wt%)→18 mN/m(1×10-3wt%)]와 비교하여 낮은 수준으로 이는 OSA-β-glucan은 고분자량 특성으로 인하 여 계면에 확산 혹은 흡착이 저해되어 초래된 것 으로 사료되었다[34].
pH변화에 따른 OSA-β-glucan수용액의 계면 장력 측정 결과는 Fig. 5에 나타내었다. pH 3.0 에서 가장 낮은 계면장력(31.58 mN/m)을 나타 냈고 pH가 증가 할수록 다소 증가하여 pH 9.0 에서 34.07 mN/m를 나타내었다. OSA-starch의 pKa값은 4.8로 pH가 4.8 이하일 경우에는 이온 화 정도가 감소되고 이상일 경우에는 이온화 정 도가 증가한다[35]. 따라서 OSA-β-glucan이 계 면에 흡착했을 때 pH가 낮을수록 분자간 정전기 적 반발력이 낮아져, 더 많은 유화제의 흡착이 가능해 지지만 pH가 증가하면서 정전기적 반발 력이 증가하게 되어 계면흡착을 방해하고 그 결 과 계면장력이 높아지게 된다[36].
pH
3.0 4.5 6.0 7.0 9.0
Interfacial tension(mN/m)
20 25 30 35 40 45 50
Fig. 5. Effect of pH on the interfacial tension between n-tetradecane and aqueous phase containing OSA-β-glucan(0.1 wt% OSA-β-glucan, 5 mM bis-tris, pH 3.0-9.0, 25℃).
NaCl 농도별로 OSA-β-glucan수용액의 계면 장력 측정 결과는 Fig. 6에 나타내었다. NaCl농 도 0.01 M에서 0.1 M로 증가할수록 계면장력은 감소하는 경향(32.42 mN/m → 25.33 mN/m)을 보였다. 이는 electrostatic screening 효과로 수상 에서 Na+이온이 OSA-β-glucan 분자의 음전하 그룹(-COO-)주변에 모이게 되고, 그 결과 OSA-β-glucan 분자간에 정전기적 반발력이 감 소하게 되어 계면에 더 많은 유화제가 흡착이 가 능해지고 계면장력은 감소하게 된다[33].
NaCl (M)
0.01 0.03 0.05 0.07 0.10
Interfacial tension(mN/m)
20 25 30 35 40
Fig. 6. Effect of NaCl concentration on the interfacial tension between n-tetradecane and aqueous phase containing OSA-β-glucan(0.1 wt%
OSA-β-glucan, 5 mM bis-tris, pH 7, 25℃, 0.01-0.1 M NaCl).
3.4. 유화액 지방구 크기 변화
OSA-β-glucan 농도에 따른 유화액의 지방구 크기 변화(d32, d43)는 Fig. 7에 나타내었다. 유화 액 중 OSA-β-glucan의 농도가 증가 할수록 지 방구 크기는 작아졌으며[d43: 9.28 ㎛(0.2%) → 0.71 ㎛(0.5%)] 0.5 wt% 이상 첨가할 경우 유화 액의 지방구 크기는 큰 차이를 보이지 않았다.
이러한 결과는 광학현미경을 이용하여 지방구를 관찰한 Fig. 8에서도 잘 나타나 있다. 일반적으로 지방구의 크기는 유화제의 농도에 의존하는데 낮 은 유화제 농도에서는 지방구 간에 가교결합에 의한 지방구 응집(bridging flocculation)이 발생 하고(본실험<0.5%), 유화제의 농도가 점차 증가 함에 따라 지방구 표면이 유화제에 의해 포화되 면서 지방구 크기는 일정해지며(본실험≥0.5%)
균질압력에 의해 제한되는 특성을 나타낸다[37].
또한 유화제 농도가 충분할 경우 동일한 균질압 에서는 지방구가 더 이상 작아지지 않는 임계지 방구크기(critical fat globule size)를 형성하게 된 다[36]. 본 실험에서 유화액 제조에 사용된 유화 제는 농도의 증가와 함께 입도의 크기가 작아지 는 것을 확인 할 수 있었으며, 0.5 wt% 이상의 농도에서 임계지방구 크기(d32: 0.32 ㎛)에 도달 하였다는 것을 알 수 있었다.
Fig. 7. Changes in the mean droplet size(d32, d43) of emulsions stabilized by various concentrations of OSA-β-glucan (0.1-1.0 wt% OSA-β-glucan, 10 wt% oil, pH 7.0).
OSA-β-glucan 농도를 달리하여 제조한 유화 액을 실온에 저장하면서 저장기간에 따른 지방구 크기 변화(d32)를 조사하였다(Table 2). Table 2 에 따르면 저장 기간이 증가함에 따라 유화액 중 OSA-β-glucan의 농도와 관계없이 지방구 크기 는 증가하였으며 그 중 1.0 wt% OSA-β -glucan 유화액의 경우 그 증가 정도가 가장 현 저하였다. 이는 광학현미경을 이용하여 제조 후 10일이 지난 유화액의 지방구를 관찰한 Fig. 9에 서도 잘 나타나 있다. 유화액에 첨가한 유화제 중 계면에 흡착되지 않은 잉여 유화제의 존재는 그 양이 일정농도 이상이 될 때 지방구 입자의 응집, 소위 고갈응집(depletion flocculation)의 원 인이 된다[38]. 1.0 wt% OSA-β-glucan 유화액 의 경우 지방구 응집이 심하게 일어난 것을 확인 할 수 있으며 이는 고갈응집으로 인해 지방구 크 기가 현저하게 증가한 것으로 사료되었다.
OSA-β-glucan
content(wt%) 0.3 0.5 0.8 1.0
0 day 0.34±0.00Ac1) 0.32±0.01Ab 0.31±0.04Ac 0.33±0.01Ad 3 day 0.55±0.00Bb 0.35±0.03Cab 0.47±0.01BCa 1.27±0.11Ac 6 day 0.59±0.03Bab 0.37±0.08Cab 0.37±0.05Cbc 3.12±0.12Ab 10 day 0.65±0.04Ba 0.45±0.02Ca 0.45±0.02Cab 16.34±0.03Aa 1)Any means in the same column (A-B) or row (a-d) followed by different letters are significantly (p <0.05) different by Duncan’s multiple range test.
Table 2. Changes in the Mean Droplet Size(d32) of OSA-β-Glucan Emulsions Containing Various OSA-β-Glucan Concentrations during 10 day of Storage.
Fig. 8. Microscopic images(×1,000) of freshly-made OSA-β-glucan emulsions(0.3-1.0 wt% OSA-β -glucan, 10 wt% oil, pH 7.0).
Dickinson & Golding (1997)의 보고에서도 카 제인나트륨 유화액의 경우 2.4 wt% 이상 농도에 서 고갈응집으로 인한 지방구 응집 현상을 관찰 할 수 있었다[39]. 유화액 중 비교적 낮은 OSA- β-glucan 농도(≤0.8%)에서 저장기간이 증가함 에 따라 유화지방구의 크기가 증가한 것은 Fig. 9 에서 관찰한 바와 같이 지방구의 합일 혹은 응집 에 의한 결과로 사료되어 진다. 0.3% 유화액의 경우 응집과 합일이 동시에 관찰되었으며, 반면 0.5, 0.8% 유화액에서는 합일이 많이 관찰되었 다. β-glucan은 분자량 약 105-107 dalton의 고 분자 물질로서[40] 균질 과정의 짧은 시간 내에 물/기름 계면에 orientation하여 흡착하는 것은 용이하지 않을 것으로 추정된다. 따라서 OSA-β -glucan 분자는 지방구 표면에서 밀도 있는 계면
막을 형성하지 못하고 이는 저장 기간 중 지방구 의 합일 혹은 응집의 가능성을 높이게 된다. 이 를 해결하기 위하여 보조 유화제의 사용을 검토 중에 있다.
Fig. 9. Microscopic images(×1,000) of oil-in- water OSA-β-glucan emulsions (0.3-1.0 wt% OSA-β-glucan, 10 wt% oil) taken 10 day after emulsification.
3.5. 크리밍 안정도 변화
유화액 중 OSA-β-glucan 농도에 따른 유화 액의 크리밍 안정성 변화는 Fig. 10에 나타내었 다. X축은 시료병의 높이(0-42 mm), Y축은 후 방산란강도(-70-30%)로 표시하였다. 크리밍이 발생하면 시료 하부의 지방구 농도는 감소되어 후방산란강도는 감소하고, 반대로 시료 상부의 지 방구 농도는 증가하여 후방산란강도는 증가한다 [41]. 측정결과 0.3 wt%의 OSA-β-glucan 유화
β-glucan
concentration(%) Cads
(mg/mL) Γ
(mg/m2)
0.3 2.3031±0.0254d1) 1.3051±0.0144d
0.5 3.2575±0.0237c 2.2267±0.0130c
0.8 5.8888±0.0474b 3.4076±0.0245b
1.0 7.7189±0.0305a 4.2454±0.0168a
1)Any means in the same column followed by different letters are significantly different by Duncan's multiple range test(p<0.05).
2)The absorbed amount of OSA-β-glucan was calculated from the difference between the initial amount of OSA-β-glucan in the continuous phase and the amount in the subnatant after separation of the emulsion.
Table 3. Surface Load(Γ) of OSA-β-Glucan in Emulsions(0.3-1.0 wt% OSA-β-Glucans, 10 wt% Oil).
Fig. 10. Changes in creaming stability of emulsions(0.3-1.0 wt% OSA-β -glucan, 10 wt% oil) containing various OSA-β-glucan concentration.
액의 경우 후방산란강도(ΔBS%)가 넓은 폭으로 감소하였고, 유화제 첨가 농도가 증가(0.5→1.0
wt%)하면서 폭이 좁아지는 경향을 보였다. 이 결 과는 유화액 중 지방구 크기와 관련이 있는 것으 로 지방구 크기가 작을수록 더 안정한 크리밍 안 정도 특성을 나타내게 된다[42]. 한편, 1.0 wt%
의 OSA-β-glucan을 첨가한 유화액의 경우 응 집이 일어난 것(Fig. 9)에 비해 크리밍이 일어나 지 않았으며 이는 응집에 따른 유화액의 점도가 증가하면서 지방구들의 움직임이 활발하지 못하 기 때문으로 사료되었다[43].
3.6. OSA-β-glucan 흡착량
유화액 중 OSA-β-glucan 농도에 따른 OSA-β-glucan 흡착량은 Table 3에 나타내었 다. Table 3에 나타난 바와 같이 OSA-β -glucan 농도가 0.3 wt%에서 1.0 wt%로 증가할 수록 표면 흡착량은 1.30 mg/m2에서 4.25 mg/m2로 증가하였다. 이 결과는 유화액 중 이용 가능한 유화제의 농도가 증가함에 따라 지방구 표면에서 유화제의 흡착량이 증가하고 있음을 나 타내는데, 이는 Nilsson & Bergenstahl(2001)이 설명한 바와 같이 지방구 표면에서 OSA-β -glucan의 다층흡착(multilayer adsorption)에 의 한 것으로 추정 되었다[44]. OSA-starch 유화액 의 경우, 본연구와 유사하게 유화제의 농도가 증 가에 따라 다층흡착에 따라 지방구 표면에 흡착 된 OSA-starch양이 증가한 것을 관찰할 수 있었 다[45].
4. 결 론
본 연구는 β-glucan의 활용성을 높이고자 OSA-β-glucan을 합성하고 이의 계면 특성을 조사하였다. OSA-β-glucan 합성을 위한 반응 용매는 에탄올 수용액을 이용하였으며, 10% 에 탄올 수용액에서 합성하였을 때 가장 높은 치환 도를 나타내었다. OSA-β-glucan 수용액 중 유 화제 농도가 증가함에 따라 계면장력은 감소하였 으나 그 정도는 크지 않았다. 또한 수용액에 NaCl을 첨가할 경우 계면장력은 낮아졌으며, 반 면에 pH가 증가할수록 계면장력은 높아졌다.
OSA-β-glucan 유화액(0.5% OSA-β-glucan, 10% 기름, pH 7)의 지방구 크기는 농도가 증가 할수록 작아졌으며, 0.5% 이상에서는 임계지방구 크기를 나타내어 변화가 없었다. OSA-β-glucan 유화액을 저장할 경우 저장 기간에 따라 지방구 크기는 증가하였으며, 고농도(1.0%)로 첨가할 경 우 고갈응집으로 인하여 지방구 크기가 현저하게 증가하였다. 크리밍 안정도 측정 결과 지방구 크 기가 작을수록 안정하였으며, OSA-β-glucan 1.0% 첨가 유화액의 경우 고갈 응집에 의해서 유화액 중 지방구의 움직임이 억제되어 크리밍 발생이 낮아졌다. 유화액 중 OSA-β-glucan 농 도가 증가할수록 지방구 표면에 OSA-β-glucan 흡착량은 증가하였으며 이는 다층 흡착에 의한 것으로 사료되었다.
감사의 글
본 연구는 린온테크에서 turbiscan기기를 지원 받았으며 이에 감사드립니다.
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